Rosa de L. Romo1, Sergio H. Contreras Rodríguez1, Campos Alejandro Muñoz Urías1 y José Sánchez1, Martha M. Reinés Alvarez2.Editar
1. Centro Universitario de Ciencias Biológicas y Agropecuarias, Universidad de Guadalajara, 2.Facultad de Biología, Universidad de La Habana, Cuba
INTRODUCCIÓN
En varias regiones del mundo se están utilizando especies nativas para la estabilización de suelos y rehabilitación de minas (Brooks, 1994). Sin embargo la mayoría de dichas especies poseen letargo inherente cuyo significado ecológico es un mecanismo de escape a condiciones ambientales desfavorables, lo que afecta la rehabilitación de ciertos sitios (Bell , et al , 1993).
El uso de las especies nativas con objetivos de restauración utilizando poblaciones naturales trae muchos beneficios (Coates y Leeuwen, 1997) porque generalmente éstas comunidades poseen adaptaciones a las condiciones ambientales del sitio en términos de sobrevivencia y crecimiento, además presentan una diversidad genética amplia con lo que se promueve la sustentabilidad (Warren, 2000). También estas especies se utilizan para la rehabilitación de minas, carreteras y proyectos en desarrollo.
El futuro de la biodiversidad en los paisajes dependerá de la habilidad y la eficiencia con que se colecten y se realice la germinación efectiva de dichas especies (Mortlock, 2000).
Por otra parte la restauración de las zonas afectadas exige el uso de especies nativas de procedencia regional que aceleren la sucesión. Estas especies se propagan para fines de restauración de comunidades vegetales (Piotto, 1995). Sin embargo, la revegetación a gran escala requiere de grandes cantidades de semillas, en las cuales deben tener la habilidad de crecer en condiciones muy desfavorables como son los suelos degradados (Bernhardt, 1995).
El uso de semillas nativas conlleva a resolver otros problemas como son los requerimientos específicos de la especie para su germinación y consiguiente propagación (Mortlock, 2000). Generalmente durante la colonización inicial de suelos estériles, la germinación y el establecimiento son erráticos (Greipsson, 1999).
Una de las limitaciones para la germinación de semillas locales es la dureza del pericarpio presentando resistencia al paso del agua, lo que conlleva s que la germinación sea casi nula, la imbibición, la escarificación química permite romper el pericarpio (Piotto, 1995). Entre los mecanismos más utilizados para romper dicho letargo de las semillas debido a su dureza, (barrera física en la germinación), están la escarificación con ácido sulfúrico (Naidu et al., 1999).
El ácido sulfúrico es utilizado en muchas especies para vencer la dureza y dormancia de las semillas, debido a que la cubierta está relacionada con la latencia y dureza de las semillas que es una condición frecuente que se presenta en numerosas especies. Siendo más común en las familias: Leguminosae, Malvaceae, Convolvulaceae, Chenopodiaceae, Cannaceae, Convallariaceae, Geraniaceae, Gramineae, Lileaceae y Solanaceae (Bewley y Black, 1982).
La dormacia esta controlada por las características físicas de la cubierta que las hace impermeable al agua y por lo tanto no permite la germinación de la semilla (Tran y Cavanagh, 1984). El calor y las fluctuaciones de temperatura juegan un papel importante en el rompimiento de la dureza de las semillas de las especies adaptadas a ecosistemas tropicales, subtropicales y mediterráneos, en los cuales típicamente se experimentan veranos con sequía (Fenner, 1992).
El objetivo de este trabajo es establecer el mejor método para romper el letargo en semillas de las especies leguminosas Crotalaria pumila y Aeschinomene villosa var. longifolia, que poseen altos valores de importancia ecológica en bancos de material abandonados.
MATERIALES Y MÉTODOS
El trabajo de campo se realizó en un banco de material geológico a cielo abierto en el predio conocido como “Goterita”, el cual se localiza en el municipio de Zapopan, entre 103º 32’ longitud oeste y 20º 44’ latitud norte (Figura 1).
El predio tiene una extensión de 9 hectáreas; del cual se extrajo arena amarilla y jal desde 1978 hasta 1997. El mismo se encuentra ubicado en la zona de amortiguamiento del Bosque la Primavera, sitio geológicamente es muy frágil por su origen volcánico – tectónico, por su morfología y por el tipo de roca fácilmente erosionable, como la toba y el pómez. A nivel edáfico, los suelos son poco desarrollados (regosoles) por lo que se erosionan fácilmente, al tener poca capacidad de formar agregados (Romo,1998; Suárez et al 1996).
El 51 % de los suelos en la zona es de tipo regosol, se consideran con desarrollo incipiente y con una fertilidad de baja a moderada, presentando una alta proporción en arenas pomáceas aportadas por el bosque La Primavera que permite la retención de humedad (característica bastante deseada en la siembra del maíz). Su contenido en materia orgánica es pobre y susceptible a la erosión.
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Figura 1. Mapa de localización del área de estudio, Banco de Material “Goterita”.
El sitio de colecta de las semillas fue explotado como banco de material geológico a cielo abierto hasta hace aproximadamente 6 años en que fue abandonado, estableciéndose una sucesión de vegetación secundaria (Suárez et al., 1996)
Para la obtención de las semillas de las diferentes especies nativas se colectaron los frutos maduros durante los meses de septiembre y octubre, deshidratándolos al sol. Una vez secos los frutos, se extrajeron las semillas de las vainas por presión y fricción sobre ellas mediante un extractor de semillas de leguminosas, consistente en dos superficies corrugadas triturando el pericarpio y liberando las semillas intactas. Posteriormente las semillas se tamizaron con mallas de ojo de luz de 2, 3 y 4 mm.
El tratamiento para escarificar las semillas consistió en la inmersión en ácido sulfúrico (H2SO4) (Cantliffe, et al., 1980) al 37.55, 15.30 y 10.20 M, a diferentes intervalos de tiempo de 60, 30, 15, 7:35 y 3:40 minutos, se utilizó como testigo agua destilada.
Se sembraron 50 semillas en cajas de Petri (9 X 1.5 X 8.5 cm), utilizando como sustrato arena de suelos de bancos de materiales. En el desarrollo del experimento se empleo un diseño experimental de bloques al azar, con cinco repeticiones.
Durante el periodo de germinación se adicionó agua destilada según la necesidad.
Las semillas con 5 mm de radícula (Caloggero y Parera, 2000) se consideraron germinadas, los datos de la germinación se registraron durante un periodo de ocho días, lapso de tiempo durante el cual se estabiliza la curva de germinación.
Los resultados se evaluaron estadísticamente. A los porcentajes de germinación se les aplico pruebas de normalidad, transformación para distribución normal, prueba de Kruskal – Wallis para conocer si existe diferencias significativas entre y dentro de las muestras y prueba de Student Newman-Keus por medio del programa Jandel Cientific Sigma.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Crotalaria pumila mostró porcentajes de germinación cercanos al 100%, cuando fueron tratados con H2SO4 37.5 N durante 60 minutos, se observó diferencias estadísticamente significativas según la prueba de Kruskal Wallis (H = 26.6, para P<0.0001, a=0.05) con respecto al tiempo de inmersión siendo los porcentajes de germinación más altos los obtenidos con 60 y 30 minutos de inmersión.
Cuando se utilizó el H2SO4 15.3 N el porcentaje de germinación más alto fue de 47%, en inmersión por 60 minutos. En esta normalidad se observaron diferencias estadísticamente significativas según la prueba de Kruskal Wallis (H:23.5, para P< 0.0001, a= 0.05) y el tratamiento estadísticamente superior fue con 60 minutos de inmersión seguido por el tratamiento de 30 minutos. En el resto de los tratamientos no tiene efecto la inmersión de las semillas en H2SO4,.
Cuando se utilizo el H2SO4 10.2 N no se observaron diferencias estadísticamente significativas en ningún tiempo según la prueba de Kruskal Wallis (H= 5.73, para P= 0.3324, a= 0.05).
Dentro de los intervalos de 7.15 a 0 minutos no se observó efecto de la escarificación por el ácido. Cuadro 1.Figura 2.
Sin la escarificación, la germinación sería nula. Los porcentajes de germinación se incrementaron cuando se aumento el tiempo de escarificación y la normalidad de ácido sulfúrico,
Cuadro 1. Porcentaje de germinación de semillas de Crotalaria pumila a
diferentes tiempos de inmersión en H2SO4 37.5 N, 15.3 N, y 10.2 N
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Tiempo ( minutos) |
Ácido Sulfúrico (Normalidad) |
Promedio de Germinación |
|
|
60 |
37.5 |
93 ± 2.5 |
a |
|
30 |
37.5 |
91 ± 2.9 |
a |
|
15 |
37.5 |
30 ± 5.0 |
b |
|
7.35 |
37.5 |
8 ±4.6 |
c |
|
3.40 |
37.5 |
0.0 |
c |
|
<1 |
H2O |
0.0 |
c |
|
60 |
15.3 |
47 ± 8.1 |
a |
|
30 |
15.3 |
25 ± 4.5 |
b |
|
15 |
15.3 |
3 ± 0.53 |
c |
|
7.35 |
15.3 |
7 ± 1.25 |
c |
|
3.40 |
15.3 |
3 ± 0.53 |
c |
|
<1 |
H2O |
0.0 |
c |
|
60 |
10.2 |
0.75 ± 0.37 |
a |
|
30 |
10.2 |
0.5 ± 0.22 |
a |
|
15 |
10.2 |
0.25 ± 0.18 |
a |
|
7.35 |
10.2 |
0.0 |
a |
|
3.40 |
10.2 |
1 ± 0.54 |
a |
|
<1 |
H2O |
0.0 |
a |
Promedios con la misma letra son estadísticamente similares según prueba de Student-Neuman-Keuls (a=0.05, N=5 ± error estándar).
Los porcentajes de germinación más altos en A. villosa se observaron cuando se utilizó el H2SO4 37.5 N., obteniéndose porcentajes hasta del 70% cuando las semillas estuvieron inmersas en el ácido por 60 minutos. En esta normalidad se observaron diferencias estadísticamente significativas según la Prueba de Kruskal Wallis (H=23, P= 0.003, a= 0.05) en la prueba de comparación de medias se obtienen resultados similares con tiempos de 15 y 60 minutos de inmersión en H2SO4, 37.5 N. Mientras que en las normalidades de 15.3 y 10.2 no se observan diferencias estadísticamente significativas según la prueba de Kruskal Wallis (H= 10.7, P= 0.118, a=0.05) y (H= 2.25, P= 0.6899, a= 0.05) respectivamente. Por lo cual el H2SO4 sólo es efectivo cuando se utiliza al 37.5 N. Cuadro 2. Figura 2.
Estos resultados son similares a los realizados en leguminosas como los reportados para Lupinus texensis, sólo que para esta especie se llevo a cabo en s 120 minutos de inmersión (Davis et al., 1991). En las semillas sumergidas en agua (testigos) falló la prueba para promover la germinación, estos resultados son semejantes a los estudios realizados con otras leguminosas como Lupinus conseti, en donde se realizaron pruebas de germinación utilizando agua sin obtener resultados de germinación (Horn y Hill, 1974).
CONCLUSIONES
Para lograr la germinación de C. pumila y Aeschynomene. villosa var. longifolia es necesaria la escarificación con ácido sulfúrico.
Los mayores porcentajes de germinación encontrados en C. pumila fueron los tratamientos con ácido sulfúrico 37.5 N y con tiempo de inmersión de 30 y 60 minutos.
Para la escarificación con ácido sulfúrico de las semillas de A. villosa var. longifolia la máxima germinación se presentó con 37.5 N en tiempo de inmersión a 60 minutos, por lo tanto ya no es necesaria la inmersión a normalidades más bajas y a diferentes intervalos de tiempo.
Cuadro 2. Porcentaje de germinación de semillas de Aeschinomene villosa var.
longifolia a diferentes tiempos de inmersión en H2SO4 y Normalidad.
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Tiempo (minutos) |
Acido Sulfúrico (Normalidad) |
Promedio de Germinación |
|
|
60 |
37.5 |
70 ± 5.7 |
a |
|
30 |
37.5 |
50 ± 7.25 |
a |
|
15 |
37.5 |
54 ± 1.8 |
a |
|
7.35 |
37.5 |
11.8 ± 1.5 |
b |
|
3.40 |
37.5 |
13.6 ± 1.25 |
b |
|
<1 |
H2O |
0.0 |
c |
|
60 |
15.3 |
0.0 |
a |
|
30 |
15.3 |
2.5 ± 0.74 |
a |
|
15 |
15.3 |
0.0 |
a |
|
7.35 |
15.3 |
0.0 |
a |
|
3.40 |
15.3 |
0.5.± 0.22 |
a |
|
<1 |
H2O |
0.0 |
a |
|
60 |
10.2 |
0. 0 |
a |
|
30 |
10.2 |
0.25 ± 0.17 |
a |
|
15 |
10.2 |
0.0 |
a |
|
7.35 |
10.2 |
0.25 ± 0.18 |
a |
|
<1 |
H2O |
0.0 |
a |
Promedios con la misma letra son estadísticamente similares según la Prueba de comparación de Medias Student – Neuman – Keals (a=0.05, N= 5 ± error estándar).
BIBLIOGRAFIA
Bell, D.T., Plumer, J. A. y Taylor S. K. 1993. Seed germination ecology in southwestern Western Australia. Botanical Review. 59, 24-73 pags.
Bernhardt, Karl-Georg. 1995. The Seed Bank In Soil and Restoration Management. Zeitschrif. 36 (5) 274-282 pags.
Bewley, J. D. y Black, M. 1982. Physiology and biochemistry of seeds relation to germination. Viability, dormancy and enviromental control. Springer- Verlag, Berlin. (2).
Brooks, D.R. 1994. Introduction to the native seed biology for revegetationworkshop. In Proceedings national workshop on native seed biology for revegetation. Australian centre for minesite rehabilitation research, brisbane, and the W. A. chamber of mines and energy, perth.p.p. 1-4pags.
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Cantliffe, D,J; Tang, A.C y Guedes, A,C. 1980. Seed treatment of hairy indigo Indigofera hirsuta to overcome hard seed dormancy. Hortscience. 15 (4). 518-520.
Coates, D. J. y Leeuwen, S. J. 1997. Delineating seed provenance areas for revegetation from patterns of genetic variation. Australian Centre for Menesite Rehabilitation Research, Brisbane. 3-15. Pags.
Davis, T. D; Georges, S. W; Mackay, W. A; y Parson, J. M. 1994. Development of Texas bluebonnets into floricultural crops. HortScience, 29, 1110, 1211. Pags.
Fenner, M. 1992. Seeds the ecology of regeneration in plant communites. CAB International. Wallingford. p.p. 373
Greipsson, S.1999. Seed coating improves establishment of surface seeded Poa pratensis used in revetation. Seed Sci. & Technol. 27. 1029-1032 pags.
Horn, P. E, y Hill, G, D. 1974. Chemical scarification of seeds of Lupinus cosentinii Guss. Journal of Environmental Horticultural, 9, 17-21.pags.
Mortlock W. L. 2000. Seed production areas for revegetation: an important direction for the future. Ecolgical management & restoration. 1, 152-153 pags.
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a suelos degradados del bosque la primavera. Tesis de Maestría. CUCBA, U de G. Guadalajara, Jalisco. México, p.p. 108
Tran, V. N y Cavanagh, A. K. 1984. Structural aspects of dormancy. Seed physiology. (2) 1-44.pags.
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